Gut informierte Hebammen sind wichtig für die methodischen Herausforderungen der Plazentaforschung: Welche Proben werden von der Plazenta genommen? Wie werden sie eingesetzt? Und welche Schlussfolgerungen können sie liefern?

Die Plazenta ist das essenzielle temporäre Organ des Kindes während der Schwangerschaft bei höheren Säugetieren. Allerdings finden sich relevante Unterschiede zwischen den Plazenten der einzelnen Spezies auf makroskopischer, zellulärer und auch funktioneller Ebene. Das hat zur Folge, dass Tiermodelle nur bedingt aussagekräftig sind, wenn es um die menschliche Schwangerschaft und Plazenta geht. Insbesondere bei Pathologien wie der Präeklampsie, einer (fast) rein menschlichen Problematik, ist der Zugang zu humanem Gewebe für die Forschung entscheidend.

Die Frage, welche Untersuchungsmethoden für Plazentagewebe verwendet werden, lässt sich pauschal schwer beantworten und hängt vom jeweiligen Forschungsprojekt ab. Es gibt jedoch gängige Methoden, bei denen Plazenta-, Nabelschnurgewebe und -blut genutzt werden. Je nach Methode werden wenige Plazentazotten bis zu ganzen Plazenten verwendet. Nachfolgend werden exemplarisch ein paar Methoden kurz dargestellt:

Ex-vivo-Plazenta-Perfusion

Eine Methode, bei der häufig die gesamte Plazenta benötigt wird, ist die Ex-vivo-Plazenta-Perfusion. Dabei werden im Labor künstlich ein oder beide Blutkreisläufe von Mutter und Fetus durch Pumpen und Schläuche nachgebildet. So kann die Plazenta über mehrere Stunden sehr lebensnah für Versuche genutzt werden. Die Experimente werden oft für Studien eingesetzt, die die Plazentagängigkeit von Chemikalien, Medikamenten oder Materialien untersuchen sollen (Video: siehe Link; siehe auch Seite 40ff.). Der Vorteil dieser Studien ist, dass sie weder Mutter noch Fetus gefährden und wichtige Daten zur Plazentaschranke im dritten Trimenon liefern.

Abbildung 1 zeigt ein Schema einer beidseitigen Ex-vivo-Plazenta-Perfusion. Hierbei wird ein intakter Plazentabereich ausgewählt und der mütterliche Kreislauf wird durch Kanülen simuliert, die durch die Dezidua führen und im intervillösen Raum enden. Der fetale Kreislauf wird durch das Platzieren von Kanülen in der dazugehörigen Arterie und Vene des Bereichs gewährleistet. Als mütterliches und fetales »Blut« fungieren spezielle Nährlösungen. Diese werden durch zwei Pumpen, die die Funktion der Herzen übernehmen, durch den intervillösen Raum beziehungsweise das plazentare Gefäßsystem im Plazentabereich gepumpt. Die Qualität des Experiments kann durch die Überwachung von Kontrollmarkern, Glukose und des Gastransports über die Plazenta überprüft werden. Anschließend können Substanzen dem mütterlichen Kreislauf hinzugefügt werden, um herauszufinden, ob diese über die Plazenta in den kindlichen Kreislauf gelangen.

Plazentaexplantatkulturen

Eine andere Methode sind Plazenta­explantatkulturen (Explantate), die häufig für Untersuchungen des Trophoblasten verwendet werden. Trophoblasten sind verantwortlich für die plazentare Grenzfläche zum mütterlichen Blut, für die Verankerungsfläche im Uterus und den Umbau der mütterlichen Gefäße und Drüsen im Uterus. Der Gefäßumbau kann bei fetaler Wachstumsrestriktion (FGR) beeinträchtigt sein.

Bei Explantaten werden einzelne Plazenta-Zottenbäume isoliert und in Nährlösungen unter biologisch relevanten Umgebungsbedingungen weiter am Leben erhalten. Die Explantate können freischwimmend oder an speziellem Untergrund anhaftend, mit oder ohne Fluss der Nährlösung kultiviert werden. Abbildung 2 zeigt ein Experiment, in dem Explantate in einem Fluss-System kultiviert werden. Explantate enthalten alle Zelltypen der Plazentazotten, was sowohl die Stärke als auch die Schwäche der Methode ist. Die Anwesenheit aller Zelltypen ermöglicht relevantere Ergebnisse als die Untersuchung einzelner Zellen, verhindert jedoch die klare Zuordnung eines beobachteten Effekts zu einem spezifischen Zelltyp.

Isolierte Zellen

Biologische Prozesse werden auch mit isolierten Zellen aus der Plazenta oder der Nabelschnur untersucht. Beispiele von Thesen, die mit isolierten Zellen überprüft werden, sind die Entwicklung der Plazenta, die Implantation der Plazenta in den Uterus, Wechselwirkungen des mütterlichen Immunsystems mit Zellen aus der Plazenta, die Entwicklung der Blutgefäße in der Plazenta und viele weitere Fragestellungen. Zu den fetalen Zellen gehören alle Unterarten des Trophoblasten, Endothelzellen (Blutgefäß) der Plazenta und der Nabelschnur, plazentare Makrophagen (Hofbauer-Zellen) sowie alle Unterarten der plazentaren Bindegewebszellen.

Endothelzellen sind die innere Auskleidung der fetalen Blutgefäße und stellen den fetalen Rand der Plazentaschranke dar. Endothelzellen aus der Nabelschnur werden als gängiges Modell genutzt, nicht nur in der Schwangerschafts- und Plazentaforschung, sondern auch in der Arteriosklerose-Forschung.

In und an der Plazenta befinden sich ebenfalls Immunzellen. Sie stammen zum einen von der Mutter und befinden sich in der Dezidua und zu kleinen Teilen auch im intervillösen Raum. Zum anderen gibt es die fetalen Hofbauer-Zellen, die sich im Stroma der Plazenta befinden. Nach aktuellem Wissensstand sind diese Immunzellen vor allem relevant für die Gefäßbildung in der Plazenta.

Neben diesen Methoden gibt es viele weitere, die weniger spezifisch für die Plazenta sind. Dazu zählen etwa gängige genetische oder metabolische Untersuchungen, die mit jedem anderen Gewebe auch durchgeführt werden.

Gute Kommunikation mit den Hebammen

In unserer Forschung am Lehrstuhl für Zellbiologie, Histologie und Embryologie an der Medizinischen Universität Graz sind wir nur an Plazenten von Lebendgeburten interessiert. Alle unsere Experimente mit ganzen Plazenten starten frühestens ab der 25. Schwangerschaftswoche, das heißt sie beginnen mit der Geburt und damit bei den Hebammen. Diese kümmern sich nicht nur um Mutter und Kind, sondern auch um die Plazenta. Nach allen klinisch relevanten Untersuchungen ist ein geeigneter und möglichst schneller Umgang mit der Plazenta für die Forschung essenziell. Daher ist eine gute und schnelle Kommunikation zwischen Hebammen und Forschenden sehr wichtig, da sie die Qualität der später gewonnenen wissenschaftlichen Daten erheblich beeinflusst. Dazu gehören:

• Informationen über geplante Kaiserschnitte
• Information über stationär aufgenommene Patientinnen mit definierten Erkrankungen
• Kommunikation zur Lage im Kreißsaal (Anzahl der Gebärenden, Erkrankungen usw.)
• Definierte Daten zu Mutter und Kind erfassen
• Proben entnehmen oder Forschende informieren, dass eine Geburt stattgefunden hat, damit Proben zeitnah entnommen werden können
• Kommunikation über verabreichte Medikamente während des Geburtsvorgangs, wenn dies definiert wurde.

Wie jedes andere lebende Gewebe reagiert die Plazenta nach der Geburt empfindlich auf Veränderungen in Faktoren wie Gaskonzentrationen, Nährstoffversorgung und Temperatur. Die Qualität des Gewebes nimmt dadurch mit der Zeit ab, wie die Abbildungen 3 und 4 eindrücklich zeigen. Dies ist auf das allmähliche Absterben der Zellen in der Plazenta zurückzuführen. Um Proben möglichst reproduzierbar zu sammeln, gibt es Empfehlungen erfahrener Plazenta-Forscher:innen für eine optimale Vorgehensweise.

Empfehlungen für die Probenahme

Zeit ist bei der Probenahme von entscheidender Bedeutung. Deshalb ist es unerlässlich, für die Sammlung von Proben schon im Vorfeld gründlich vorbereitet zu sein. Ein Skalpell eignet sich am besten für die Entnahme größerer Gewebeproben, während kleinere Proben besser mit kleinen Scheren entnommen werden können. Jede Plazenta wird im Voraus untersucht und für die Forschung freigegeben, wenn sie medizinisch unbedenklich ist. Bei uns gibt es eine klare Absprache mit dem Leiter der Geburtshilfe, welche Plazenten und welche Proben zu uns ins Forschungszentrum kommen.

Das Sammeln von zusätzlichen Proben sollte immer angestrebt werden, um spätere Fragestellungen mit dem gleichen Material bearbeiten zu können. Der Zeitpunkt der Probensammlung und -verarbeitung (zum Beispiel Einfrieren, Fixieren) sollte dokumentiert werden, damit unterschiedliche Gewebeproben später bei der Datenauswertung vergleichbar sind.

Hier eine Liste der Möglichkeiten von Probenentnahmen von geborenen Plazenten für unterschiedliche Methoden:

• Fotografie der Plazenta von beiden Seiten neben einem Maßstabsbalken (Lineal)
• Entnahme von Nabelschnurblut
• Entnahme einer Rolle der Eihaut von der Rupturstelle bis zum Plazentarand
• Abschneiden der Eihaut und der Nabelschnur auf 1 cm, wobei die Nabelschnur abzubinden ist und die Plazenta anschließend gewogen wird
• Plazenta mit der Basalplatte nach oben legen und ein transparentes Raster mit mindestens vier Probenentnahmestellen auflegen (siehe Abbildung 5). Abhängig von der nachfolgenden Methodik erfolgt die weitere Präparation der Plazenta folgendermaßen:
• Für Metabolomik, RNA, DNA und Protein-Methoden: Abschneiden der Basalplatte an jeder dieser Stellen mit einer Schere. Ausschneiden eines etwa traubengroßen Stückes des freiliegenden Zottengewebes, wobei Bereiche mit offensichtlichen Pathologien ausgelassen werden sollten. Die Stücke gründlich, aber vorsichtig in 4°C kaltem Phosphatpuffer waschen. Daraus werden kleinere Stücke entnommen:
• Metabolomik: etwa 100 mg, Schockgefrieren in flüssigem Stickstoff
• RNA: etwa 5 mg, eingetaucht in 1 ml RNAlater (siehe Glossar) für 48 h bei 4°C lagern und anschließend schockgefrieren
• Proteine und DNA: etwa 50 mg Stücke, schockgefrieren.
• Für die Elektronenmikroskopie, Immunhistochemie und Gefrierschnitte: Ausschneiden eines etwa 1 cm x 0,5 cm großen Stückes des Plazentagewebes über die gesamte Höhe der Plazenta hinweg, wobei Bereiche mit offensichtlichen Pathologien ausgelassen werden sollten. Die Stücke nicht waschen. Daraus werden kleiner Stücke entnommen:
• Elektronenmikroskopie: für Transmissionselektronenmikroskopie 1–2 mm³, für Rasterelektronenmikroskopie bis zu 5 mm³, eingetaucht in 2 % Glutaraldehyd (siehe Glossar) und 2 % Formaldehyd bei 4°C für bis zu 12 h fixieren
• Immunhistochemie: Das große Stück in zwei Hälften teilen (Länge halbieren) und in 4 % Paraformaldehyd bei 4°C für 24 h fixieren
• Gefrierschnitte: Erbsengroße Probe in Gefrierschnittmedium tauchen und schockgefrieren. Von jeder Probenstelle sollten mindestens vier Stücke entnommen werden (Experiment Wiederholungen). Das Flüssigkeitsvolumen der Aufbewahrungsreagenzien sollte zumindest 10-mal so groß sein wie die Gewebeproben.
• Angrenzend an jede Probenstelle sollte eine Probe von 1 cm x 0,5 cm durch das ganze Gewebe entnommen werden, unabhängig von einer Pathologie, für die Histopathologie oder Stereologie (siehe Glossar). 12–24h in 10 % gepuffertem Formalin fixieren
• Verbleibendes Gewebe kann für die Gewinnung von Exosomen/Mikrovesikeln oder die Isolierung von Plazentazellen verwendet werden
• Zumindest eine Nabelschnurprobe in flüssigem Stickstoff schockgefrieren für die Isolierung und einen 5 mm Querschnitt für 12–24 h in 10 % gepuffertem Formalin für die Histologie fixieren.

Wie auch im klinischen Bereich ist in der Plazentaforschung eine enge Zusammenarbeit aller Beteiligten entscheidend, um Fragen zur Schwangerschaft und damit verbundenen Erkrankungen zum Wohle von Müttern und Kindern künftig beantworten zu können.